Voie d’agrégation complète de l’amyloïde β (1-40) et (1-42) résolue sur une interface atomiquement propre

RESULTATS

La figure 1A montre les structures précédemment dérivées de la résonance magnétique nucléaire (RMN) du monomère Aβ-40 et du monomère Aβ-42 en solution. Les deux isoformes diffèrent par la longueur de la séquence peptidique, Aβ-42 ayant deux résidus d’acides aminés supplémentaires (Iso41 et Ala42) par rapport à Aβ-40, ce qui entraîne l’agrégation plus rapide observée de Aβ-42 (38). Les solutions d’Aβ-40 et d’Aβ-42 ont été préparées dans une solution tampon PBS (pH 7,4), et pour chaque expérience d’imagerie AFM, 10 μl de la solution amyloïde ont été déposés en goutte-à-goutte sur du graphène atomiquement propre (voir Matériaux et méthodes pour les détails sur la préparation et le dépôt d’Aβ-40 et d’Aβ-42 et les protocoles de nettoyage du graphène). Cinq minutes après le dépôt de la solution amyloïde, la surface du graphène a été rincée avec 5 ml d’eau pure pour éliminer l’excès de solution tampon et empêcher les peptides non liés en solution de s’adsorber sur la surface ou sur la pointe AFM (voir Matériaux et Méthodes pour les détails de l’imagerie AFM dans la cellule liquide fermée). La figure 1B montre une image AFM enregistrée après avoir déposé la solution de peptide Aβ-40 (incubée pendant 0,5 heure) sur du graphène épitaxial et imagée dans de l’eau pure. L’image AFM en hauteur montre la présence de particules individuelles avec une distribution de taille mixte. Pour déterminer le diamètre des particules individuelles, nous extrayons le profil en coupe transversale des particules, comme le montre la figure 1C. A partir du profil de hauteur, nous observons des variations nanoscopiques de la hauteur dans la direction normale à la surface du graphène pour différentes particules (profil transversal marqué par des lignes blanches sur la Fig. 1B). La largeur observée des particules à partir des données AFM brutes est une convolution entre la pointe AFM et le rayon de la particule sphérique et est plus grande que la véritable largeur de la particule. Cependant, la hauteur mesurée ne dépend pas de la géométrie de la pointe AFM, et comme la hauteur est égale au diamètre des particules sphériques, il est alors possible d’estimer le diamètre des particules telles que les oligomères amyloïdes (27) et des objets cylindriques à haut rapport d’aspect tels que les fibrilles amyloïdes (39). Sur la base de mesures de profil de hauteur similaires extraites le long de centaines de particules uniques précédemment attribuées comme oligomères amyloïdes (27, 36, 40), la plus petite particule (en supposant une forme sphérique) que nous avons pu détecter dans l’étude actuelle pour l’isoforme Aβ-40 a un diamètre de ~1,65 nm, comparable aux rapports AFM précédents des peptides Aβ-40 (28). Pour estimer le nombre de monomères Aβ dans les particules mesurées dans notre étude, nous nous appuyons sur la méthode proposée par Erickson (41) pour convertir le volume d’agrégat mesuré en poids moléculaire en supposant une forme sphérique pour les particules Aβ simples. Sur la base de cette hypothèse, nous estimons que la plus petite particule d’Aβ-40 d’un diamètre moyen de 1,9 ± 0,25 nm correspond à une masse moléculaire de ~3,0 kDa, ce qui correspond approximativement à un monomère. Nous appliquons le même protocole de conversion pour estimer la masse moléculaire des particules d’Aβ-42 mesurées par AFM.

Puis, nous avons comparé la distribution de taille et la morphologie des agrégats d’Aβ-42 avec une concentration identique (5 μM), des conditions de tampon (PBS) (pH 7.4), le temps d’incubation (0,5 heure) et les conditions de dépôt (volume de 10-μl de solution d’Aβ-42, temps de dépôt de 5 min, suivi d’un rinçage de la surface avec 5 ml d’eau pure) identiques à ceux utilisés pour l’imagerie d’Aβ-40. La figure 1D est une image topographique AFM de particules d’Aβ-42 classées comme oligomères à partir d’études précédentes (24, 25). Les particules d’Aβ-42 sont présentes à des diamètres variables comme le montre le profil en coupe transversale de la figure 1E (extraites le long de la ligne indiquée sur la figure 1D) et sont visiblement plus grandes et plus densément peuplées pour l’Aβ-42 que pour les oligomères d’Aβ-40 (figure 1B) incubés pendant la même durée (0,5 heure). Le plus petit oligomère que nous avons pu mesurer avec un AFM pour l’isoforme Aβ-42 avait un diamètre moyen de 3,7 ± 0,2 nm, ce qui correspond à un poids moléculaire de ~25,0 kDa correspondant approximativement à un hexamère. Sur la base de l’analyse du profil de hauteur réalisée sur ~200 oligomères Aβ-40 et Aβ-42 individuels, nous extrayons un diamètre moyen de (4,1 ± 1,1) nm pour Aβ-40 (Fig. 1F, histogramme supérieur à barre rouge) et de (8,4 ± 2,1) nm pour Aβ-42 (Fig. 1F, histogramme inférieur à barre verte). Les données qualitatives (images de topographie AFM) et quantitatives (distribution de diamètre à partir du profil de hauteur) de notre analyse sont cohérentes avec les observations précédentes selon lesquelles Aβ-42 a tendance à s’agréger plus rapidement que les peptides Aβ-40 (3, 24, 27, 36, 38, 42).

Pour justifier les mesures dans l’eau plutôt que dans le tampon PBS, nous avons comparé la distribution de taille des oligomères Aβ-40 et Aβ-42 dans le PBS et l’eau pure. En comparant les distributions statistiques du diamètre des particules (déduit de l’analyse des traces de hauteur) pour les oligomères Aβ-40 et Aβ-42 uniques (même temps d’incubation de 1 heure) dans le tampon PBS et dans l’eau pure, des valeurs de diamètre plus élevées sont trouvées pour les particules mesurées dans le tampon PBS que dans l’eau pure (voir fig. S3, A et B, pour les tracés statistiques détaillés). Ici, nous attribuons l’augmentation mesurée du diamètre moyen des particules pour les oligomères Aβ-40 et Aβ-42 adsorbés sur le graphène dans la solution tampon PBS à la contamination de la sonde AFM dans la solution saline du tampon, ce qui pourrait conduire à la surestimation de la morphologie réelle des oligomères entraînant ainsi des valeurs de taille de particule gonflées. Nous avons confirmé cette hypothèse en révélant la contamination de la pointe AFM pendant l’imagerie des agrégats amyloïdes dans le tampon PBS (voir fig. S2 pour les images AFM des effets de traînée et de double pointe dans le milieu tampon PBS). Pour mesurer avec précision le diamètre des agrégats oligomériques avec une résolution de particule unique, nous avons continué à effectuer des mesures AFM dans de l’eau pure et sur du graphène atomiquement propre. La figure 2 est un graphique de l’évolution du diamètre des oligomères au fil du temps. Chaque point du tracé est basé sur des profils en coupe transversale extraits des centaines d’oligomères individuels à de nombreux intervalles de temps d’incubation allant de 0,5 à 110 heures pour Aβ-40 (courbe rouge) et Aβ-42 (courbe verte) adsorbés à l’interface graphène-eau. Une augmentation générale du diamètre des oligomères est visible sur le graphique (Fig. 2) pour les deux isoformes de peptides, avec un diamètre d’oligomère globalement plus grand pour Aβ-42 par rapport à Aβ-40. Nous n’avons pas observé la présence généralisée d’agrégats oligomériques pour l’espèce Aβ-40 après ~80 heures d’incubation, alors que dans le cas de l’Aβ-42, les agrégats oligomériques étaient encore présents en abondance même après ~110 heures d’incubation d’après l’analyse des données AFM (Fig. 4G). Ce résultat suggère que les oligomères de faible poids moléculaire de Aβ-42 persistent plus longtemps pendant l’agrégation que les oligomères de Aβ-40. Les structures MD calculées présentées plus loin (Fig. 6) quantifient davantage les interactions entre les oligomères d’Aβ-42 et la surface de graphène sous-jacente. En surveillant les changements de morphologie des oligomères au fil du temps, nous avons également détecté la formation d’agrégats fibrillaires pour les deux espèces Aβ-40 et Aβ-42. La figure 3A est une topographie AFM enregistrant les premiers signes de l’apparition des agrégats fibrillaires le long de la voie d’agrégation de l’Aβ-40 après que la solution amyloïde ait été incubée pendant 30 heures (indiquée par la flèche noire dans le tracé de la figure 2). Ces agrégats fibrillaires étaient de hauteur variable comme le montrent les profils en coupe transversale de la Fig. 3B extraits le long des lignes noires indiquées dans l’image AFM de hauteur (Fig. 3A). Ces agrégats fibrillaires ont été observés avec les agrégats oligomères (voir section S2 pour les images AFM acquises sur d’autres zones du même échantillon) montrant la présence d’un mélange de fibrilles et d’agrégats oligomères. A partir des profils de hauteur AFM mesurés sur plusieurs filaments individuels, comme le montre la figure 3A, nous observons que le diamètre (déduit de la hauteur) de ces objets varie de ~3 à 8 nm, ce qui est cohérent avec les valeurs de diamètre mesurées par AFM pour les agrégats fibrillaires d’Aβ-40 adsorbés sur du silicium propre (28). Par le passé, ces agrégats fibrillaires à morphologie nodulaire survenant au cours des premières étapes de l’assemblage amyloïde ont été classés comme des protofibrilles, qui sont des intermédiaires dans la voie de fibrillation amyloïde et des précurseurs des fibrilles matures (22, 27, 36, 40).

La formation de protofibrilles d’Aβ-40 (avec une structure nodulaire caractéristique) a été observée pour la première fois après 30 heures de temps d’incubation, tandis que la formation de protofibrilles pour Aβ-42 a été détectée après seulement 8 heures. La figure 3C est une image AFM montrant la présence d’oligomères ainsi qu’une population mineure d’agrégats d’Aβ-42 fibrillaires de hauteurs variables, comme le montre la figure 3D. Cette différence dans la vitesse d’agrégation et les structures protofibrillaires résultantes confirme que les isoformes Aβ-42 s’agrègent plus rapidement en solution que l’Aβ-40. En plus des agrégats oligomères et des protofibrilles uniques, nous avons observé des structures de type feuille plate composées de protofibrilles localement alignées après ~30 heures d’incubation de l’Aβ-42 (voir la figure 3E et la section S3 pour une caractérisation AFM plus approfondie des protofibrilles). Auparavant, l’apparition de structures similaires d’Aβ-42 de type feuille interagissant latéralement a été rapportée sur le graphite résolu par AFM (30). Pour quantifier les différences de hauteur des premières protofibrilles Aβ-40 et Aβ-42 observées, qui apparaissent à des intervalles de temps d’incubation différents, nous avons effectué une analyse statistique (Fig. 3F) des hauteurs de ~350 protofibrilles individuelles pour chaque espèce. Sur la base de la distribution des hauteurs, nous calculons des hauteurs moyennes de protofibrilles de (3,9 ± 1,6) nm et (5,5 ± 1,5) nm pour Aβ-40 (Fig. 3F, histogramme rouge supérieur) et Aβ-42 (Fig. 3F, histogramme vert inférieur), respectivement. Le prochain changement de morphologie que nous avons observé pendant l’agrégation amyloïde est la formation de fibrilles matures avec leur structure allongée. La structure atomique des fibrilles matures d’Aβ-40 (10, 43) et d’Aβ-42 (44, 45) est connue grâce à la microscopie cryo-électronique (43, 44) et à la RMN à l’état solide (45). Cependant, les différences dans les caractéristiques physiques telles que la hauteur et la longueur des fibrilles Aβ-40 et Aβ-42 matures survenant à divers intervalles de temps d’incubation, qui peuvent être influencées par des facteurs environnementaux (46), restent à cataloguer complètement dans des conditions ambiantes.

Dans les conditions utilisées dans cette étude, les fibrilles matures agrégées en solution sont apparues pour la première fois pour Aβ-40 après 110 heures et à environ 90 heures de temps d’incubation pour Aβ-42. La figure 4A est une image AFM de grande surface en hauteur des fibrilles Aβ-40 matures qui apparaissent sous forme de fibrilles individuelles courbes (indiquées par des flèches rouges) et allongées (indiquées par des flèches bleues). En plus des fibrilles individuelles d’un diamètre moyen de (8,5 ± 0,5) nm (diamètre des fibrilles déduit de la trace de hauteur en supposant une morphologie cylindrique pour les fibrilles ; voir section S4 pour les statistiques de hauteur des fibrilles d’Aβ-40 mature), nous observons également, à partir de l’image topographique et de l’image AFM à contraste de phase acquise simultanément (Fig. 4B), la présence de jonctions (indiquées par des flèches jaunes dans la Fig. 4A) à partir desquelles les fibrilles individuelles se ramifient. Nous n’avons pas détecté de présence prévalente d’agrégats oligomériques avec les fibrilles matures d’Aβ-40, comme le montre l’image en hauteur, en phase et en superposition (Fig. 4C). Ensuite, nous résolvons l’occurrence des fibrilles matures d’Aβ-42 observées pour la première fois après 90 heures d’incubation, comme le montre l’image AFM haute résolution en hauteur (Fig. 4D) et en contraste de phase (Fig. 4E). La topologie des fibrilles matures observée pour l’Aβ-42 diffère notablement de la topologie précédemment observée des fibrilles matures de l’Aβ-40 (Fig. 3A). Les fibrilles matures d’Aβ-42 sont étroitement emballées, alignées de manière directionnelle, et apparaissent comme des structures cylindriques rigides très différentes des fibrilles matures d’Aβ-40 courbées et isolées. Cette observation est également confirmée par l’analyse du profil en coupe transversale (Fig. 4F). Plus précisément, la ligne verte indiquée dans la Fig. 4D révèle le profil latéral très serré des fibrilles Aβ-42 matures. Sur la base de l’analyse en coupe le long de ~200 fibrilles matures individuelles, nous calculons que le diamètre moyen des fibrilles Aβ-42 matures est de (9,6 ± 0,7) nm (voir fig. S6A pour les statistiques de hauteur des fibrilles Aβ-42 matures).

Une inspection plus approfondie des données de hauteur et de l’image AFM à contraste de phase révèle l’existence d’agrégats oligomériques sphériques avec les fibrilles matures à ce stade de l’agrégation d’Aβ-42. La population prédominante d’agrégats oligomères est distinguable dans l’image en contraste de phase (Fig. 4G). En plus de fournir des preuves qualitatives de l’existence d’agrégats oligomères vers la phase de saturation de l’assemblage amyloïde, nous quantifions également la distribution de taille de ces agrégats oligomères sur la base de l’analyse du profil de hauteur réalisée sur ~100 agrégats oligomères individuels. Nous avons caractérisé les particules présentes après l’apparition des fibrilles matures (90 heures) jusqu’au moment où les oligomères ne sont plus directement détectés par l’AFM (110 heures). La figure 5A montre la distribution du diamètre des agrégats oligomères présents à 90, 95, 100, 105 et 110 heures d’incubation. Ces données identifient une distribution étroite du diamètre des agrégats dans la gamme de taille de ~7 à 9 nm (correspondant à un poids moléculaire de 221 ± 80 kDa qui correspond approximativement à un 50-mer sphérique) qui ont tendance à coexister avec des fibrilles matures pour l’Aβ-42. Des fibrilles denses sont apparues au cours des étapes finales de la fibrillogenèse de l’Aβ-40 et de l’Aβ-42. La figure 5B est une image AFM de grande surface en hauteur révélant la topologie à l’échelle nanométrique de l’assemblage de fibrilles Aβ-40 matures à l’interface graphène-eau lorsque la solution amyloïde a été incubée pendant 150 heures. Les agrégats fibrillaires d’Aβ-40 mature se forment sans alignement directionnel, comme le montrent l’image en hauteur et l’image en contraste de phase correspondante (Fig. 5C). Sur la base des données AFM obtenues depuis l’apparition des fibrilles matures (Fig. 4A) jusqu’à l’état d’agrégation final (Fig. 5B ; notez que la topologie des fibrilles très compactes ne subit pas de changement radical au-delà de 150 heures d’incubation), nous observons la formation d’amas composés de fibrilles en faisceau. Ces amas sont, à leur tour, reliés par une petite population de fibrilles allongées faiblement distribuées avec une hauteur moyenne de (8,8 ± 1,2) nm. Le prochain changement morphologique distinct le long de la voie d’agrégation de l’Aβ-42 a été observé après ~130 heures d’incubation, ce qui est plus précoce que l’apparition des fibrilles Aβ-40 matures à 110 heures. La figure 5D est une image en hauteur de grande surface des fibrilles Aβ-42 matures après un temps d’incubation de 150 heures. L’image en contraste de phase (figure 5E) révèle des détails intrigants de la morphologie dense des fibrilles. On a observé que les fibrilles d’Aβ-42 étaient alignées lorsque la solution amyloïde était incubée pendant 110 heures (Fig. 4G). Ces structures fibrillaires alignées ont persisté pendant un temps d’incubation plus long, jusqu’à ~250 heures, sans changement radical de la morphologie des fibrilles, ce qui suggère que les étapes finales de la voie d’agrégation des fibrilles d’Aβ-42 sont déjà atteintes après environ 130 heures. La figure 5 (F et G) est l’image de hauteur et de contraste de phase acquise sur une telle région fibrillaire Aβ-42 alignée après 150 heures d’incubation.

Les fibrilles de l’Aβ-42 restent notablement différentes de la topologie des agrégats fibrillaires des espèces Aβ-40 incubées pendant la même période (Fig. 5B). Les images à haute résolution confirment en outre l’alignement des fibrilles avec une hauteur moyenne de (9,5 ± 1,1) nm qui est légèrement supérieure à la hauteur moyenne mesurée pour les fibrilles d’Aβ-40 mature. Pour vérifier si cet effet d’alignement se produit en raison d’interactions interfibrillaires plus fortes ou d’un assemblage médié par le graphène, nous avons déposé 10 μl de peptide Aβ-42 sur une lame de verre propre (voir Matériaux et Méthodes pour la procédure de nettoyage et la vérification) en utilisant le même protocole de dépôt et d’imagerie que celui utilisé pour les études d’adsorption de l’Aβ-42 sur le graphène et nous avons réalisé des images dans un milieu tampon eau et PBS. Les images AFM enregistrées pour les espèces Aβ-42 après 150 heures d’incubation à l’interface verre-eau et verre-PBS ont montré une morphologie de réseau très similaire à celle observée à l’interface graphène-eau (voir section S5). Les fibrilles d’Aβ-42 matures ont également été observées pour présenter un alignement sur la lame de verre lorsqu’elles ont été imagées dans la solution tampon et après avoir rincé et imagé la surface avec de l’eau. L’alignement fibrillaire observé sur le verre indique que l’hydrophilie et la rugosité de la surface d’imagerie ne sont pas les facteurs dominants responsables de l’ordonnancement à longue distance des fibrilles d’Aβ-42. L’observation de l’alignement fibrillaire pour les fibrilles Aβ-42 matures et non pour les agrégats fibrillaires Aβ-40 préparés à l’identique peut être due aux résidus d’acides aminés supplémentaires présents uniquement pour les peptides Aβ-42 (8, 27) qui pourraient favoriser les interactions interfibrillaires. Il a récemment été démontré que Ala42, absent dans Aβ-40, forme un pont salin avec Lys28, (45) tamponnant ainsi la charge nette présente à la surface des fibrilles de Aβ-42 (48). Les informations émergentes sur la structure atomique des fibrilles d’Aβ-42 (48) couplées à nos observations AFM de fibrilles d’Aβ-42, en moyenne, plus longues et entre les deux monomères centraux (C, noir). (E) Distribution des hauteurs maximales de dodécamères échantillonnées au-dessus de la feuille de graphène pendant les simulations.

Pour identifier l’orientation préférée des dodécamères sur la surface du graphène, nous avons calculé les énergies de liaison dodécamère-graphène. D’après la fig. S9B, nous constatons que les énergies de liaison calculées (ΔEbinding) montrent une préférence d’orientation à la fois pour Aβ-40 et Aβ-42 correspondant à une propension des dodécamères le long de la feuille de graphène avec les deux plis se trouvant adjacents l’un à l’autre, ce qui est propice à l’allongement des fibrilles. La décomposition des valeurs de ΔEbinding (fig. S9B) montre que les différences proviennent des énergies de liaison de solvatation polaire. ΔEpolar est négatif pour l’orientation préférée d’ensemencement des fibrilles mais positif pour les deux autres plans, tant en Aβ-40 qu’en Aβ-42, ce qui indique que l’eau interfaciale oligomère-graphène joue un rôle crucial dans la stabilisation de ce mode d’adsorption. Encouragés par les résultats ci-dessus, nous avons étendu les simulations avec cette orientation préférée (marquée comme III) jusqu’à 0,5 μs. Les analyses (sauf indication contraire) sont basées sur les 200 dernières ns de dynamique libre (la fig. S9 montre la chronologie de la fraction des contacts natifs). Aβ-42 et Aβ-40 adoptent des modes d’adsorption très similaires avec un nombre presque identique de contacts avec le graphène . L’encart du bas de la fig. S9D montre que le résidu Tyr10 dans les dodécamères Aβ-40 et Aβ-42 échantillonne des contacts stables avec le graphène sans aucune participation des deux résidus C-terminaux supplémentaires dans Aβ-42, confirmant que les résidus Iso41 et Ala42 conservent leurs contacts interfold tout au long.

La figure 6A montre des conformations stables représentatives (telles que déduites des comparaisons sur une gamme d’orientations de liaison ; voir fig. S9) des structures Aβ-40 et Aβ-42 12-mer à l’interface graphène-eau en vues frontale et latérale. Nous pouvons comparer grossièrement les énergies conformationnelles calculées (Fig. 6B) en normalisant par monomère, qui prédisent que les dodécamères Aβ-42 sont plus stables (de ~35 kcal/mol) que les Aβ-40 lorsqu’ils sont alignés dans l’orientation de l’élongation des fibrilles. Cette préférence calculée est cohérente avec l’agrégation plus rapide de l’Aβ-42 observée dans notre étude AFM et dans les enquêtes précédentes sur l’agrégation de l’Aβ-42, couplée à la persistance des oligomères pour l’Aβ-42. La principale contribution à l’énergie conformationnelle globale provient de l’énergie libre de solvatation polaire du dodécamère (fig. S9E), qui n’est que légèrement plus favorable pour Aβ-42 que pour Aβ-40. La contribution du solvant est couplée à une énergie électrostatique de Coulomb considérablement plus défavorable (positive) (~19 kcal/mol) pour Aβ-40, ce qui indique que les répulsions charge-charge intramoléculaires contribuent de manière significative à l’instabilité globale observée pour Aβ-40. Un résultat potentiellement intéressant de nos simulations est la différence apparente dans l’apparition de liaisons hydrogène  » préfibrillaires  » en registre (liaisons H) entre les deux extrémités du dodécamère pour Aβ-40 et Aβ-42 à l’interface graphène-eau (Fig. 6, C et D, et tableau S1, et voir également la section S6). Certaines expériences précédentes ont rapporté que la croissance des fibrilles Aβ est unidirectionnelle (58, 59), tandis que d’autres ont mis en évidence une croissance bidirectionnelle (60, 61). La croissance unidirectionnelle des fibrilles a été attribuée à des différences de liaison H entre les deux extrémités des fibrilles exposées au solvant (une extrémité étant moins fluctuante et donc plus fermée et plus stable que l’autre) pour Aβ-40 et Aβ-42, d’après des études antérieures de simulation MD (62). Cependant, on ne sait pas quelle extrémité favorise réellement l’addition de monomères sur les fibrilles, bien que des simulations aient montré que les extrémités fermées peuvent s’étendre plus rapidement que les extrémités ouvertes (63). D’après notre analyse des dimères aux deux extrémités (désignées par E1 et E2) exposés à l’eau et des dimères centraux en vrac (désignés par C) du dodécamère, nous constatons que le nombre de liaisons H en registre à une extrémité (E1) est significativement inférieur à celui de l’autre extrémité (E2) pour Aβ-40 et Aβ-42, identifiant un potentiel de croissance unidirectionnelle. Cependant, une différence de 11% (voir tableau S1 et section S6) est enregistrée pour les liaisons H les plus fortes (≥80%) entre E2 et E1 pour Aβ-42, alors qu’une différence significativement plus importante de 19% est enregistrée pour Aβ-40, impliquant que les dodécamères Aβ-40 sont plus ouverts (presque deux fois plus que pour Aβ-42) sur l’extrémité fluctuante. L’addition de monomères sur l’extrémité E1 peut se dérouler de manière plus ordonnée pour Aβ-42 que pour Aβ-40, et en raison de la plus petite différence (d’un facteur 2) entre les deux extrémités de Aβ-42 par rapport à celles de Aβ-40, cette prédiction de modélisation pourrait être testée dans de futures expériences AFM résolues en temps.

Comme souligné précédemment, le pont salin récemment rapporté entre la chaîne latérale aminée de Lys28 et l’extrémité C de Ala42 dans la structure fibrillaire de l’Aβ-42 joue un rôle dans la stabilisation du pli fibrillaire en forme de S (45). La structure native de l’Aβ-42 ayant le pli en forme de LS utilisée dans cette étude ne présente pas de pont salin complet Lys28-Ala42. Pour identifier les interactions qui sont spécifiques à Ala42 dans les dodécamères  » fibrillaires  » de Aβ-42, mais pas de Aβ-40, nous avons calculé les contacts de résidus intra- et inter-chaînes (voir section S6 et fig. S10). La figure S10A représente l’organisation de la chaîne dans un pli dodécamère typique en forme de LS de Aβ-42 marqué A à L. Les fréquences de contact d’atomes lourds dans le sens de la chaîne des résidus à une distance de 0,5 nm révèlent que Ala42 établit des contacts intra-chaîne fréquents (>50%) avec Lys28 (marqué par des cercles noirs sur la moitié droite de la carte) et est le seul contact intramonomère que Ala42 établit dans le dodécamère de Aβ-42. Ala42 subit également des contacts inter-chaînes avec Lys28 le long de l’axe de la fibrille (marqué par des cercles rouges). Ces deux contacts intra- et inter-chaînes pourraient jouer un rôle dans la stabilisation de l’Aβ-42 impliquant Ala42, qui est absent dans l’Aβ-40. La figure S10C montre une structure représentative du dodécamère où la chaîne latérale NH3+ de Lys28 et le COO- terminal de Ala42 restent à proximité immédiate. La pertinence physique des contacts Lys28-Ala42 pour le pli LS a été évaluée plus en détail en calculant la distribution des distances entre la chaîne latérale amino N de Lys28 et le carboxylate C du squelette d’Ala42 pour chaque chaîne du dodécamère (fig. S10D). Ces contacts culminent à 0,5 nm pour la plupart des chaînes, ce qui indique qu’un contact fort entre Lys28 et Ala42 (absent dans l’Aβ-40) peut rendre l’Aβ-42 plus stable par rapport aux dodécamères d’Aβ-40 et pourrait jouer un rôle supplémentaire pour assurer un alignement fort des fibrilles d’Aβ-42, comme observé sur nos images AFM. Enfin, la distribution calculée des hauteurs maximales des dodécamères sur le dessus du graphène à partir de nos simulations montre une gamme de ~7 à 11 nm pour Aβ-42 (Fig. 6E, courbe rouge) avec un pic à ~8 nm pour les assemblages de dodécamères modélisés non sphériques et en couches. Les valeurs globales de hauteur obtenues pour le dodécamère Aβ-42 à partir des simulations sont comparables aux valeurs moyennes de hauteur des particules mesurées expérimentalement de (5,8 ± 1,0) nm (voir fig. S3B, tracé statistique vert supérieur), ce qui correspond à un poids moléculaire de ~55 kDa.